Dose-dependent effects of Gundelia Tournefortii root extract on meiosis resumption and in vitro maturation in mouse immature oocytes

Document Type : Original article

Authors

1 Animal Physiology department, Basic Sciences Faculty, Shahrekord Branch, Islamic Azad University, Shahrekord, Iran

2 Medicinal Plants Department, Shahrekord Branch, Islamic Azad University, Shahrekord

Abstract

Background & Aim: Oocytes in vitro maturation is an enormously promising technology for the treatment of infertility, yet its clinical application remains limited owing to poor success rates. Therefore this study was designed to determine the effect of Gundelia Tournefortii root hydro alcoholic extract as a source of antioxidant on in vitro oocyte maturation. Experimental: In this study, the immature oocytes nucleated were obtained from NMRI mice (6-8 weeks). Germinal vesicles (GV) were cultured for 24 hours in maturation medium in MEMα supplemented with 7.5IU/ml hCG, 100mIU/ml rhFSH, 5% FCS (control group) and adding 10µg/ml Gundelia Tournefortii extract (group 1), 20µg/ml Gundelia Tournefortii extract (group 2) and 40µg/ml Gundelia Tournefortii extract (group 3). Then in vitro maturation stages and resumption of meiotic in all groups was recorded by inverted microscope. Results & Discussion: In group 1 that the oocytes were exposed 10µg/ml of Gundelia Tournefortiiroot extract,maturation rates was significantly higher compared with the control group (p<0/05). In group 2, the oocytes were exposed 20µg/ml of Gundelia Tournefortiirootextract, maturation rates showed a significant increase compared to the control group (p<0/05). In group 3 the oocytes were exposed 40 µg/ml of  Gundelia Tournefortiirootextract, also maturation rates showed a significant increase compared to the control group (p<0/05). Industrial and practical recommendations: The results of this study showed that the Gundelia Tournefortiirootextract, has a positive doses dependent effect on oocyte maturation. So with increasing concentration of Gundelia Tournefortiirootextract, the rate of maturation immature oocytes is increased.

Keywords

Article Title [فارسی]

اثرات وابسته به دوز عصاره ریشه کنگر بر از سرگیری میوز و بلوغ آزمایشگاهی تخمک های نارس موش

Authors [فارسی]

  • مرضیه خدابنده 1
  • لیلا روحی 1
  • عبدالله قاسمی پیربلوطی 2
1 گروه فیزیولوژی جانوری، دانشکده علو م پایه، دانشگاه آزاد اسلامی واحد شهرکرد، شهرکرد، ایران
2 گروه گیاهان دارویی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد شهرکرد، شهرکرد، ایران
Abstract [فارسی]

مقدمه و هدف: بلوغ آزمایشگاهی تخمک یک روش مناسب در جهت درمان ناباروری می باشد، که استفاده کلینیکی آن به واسطه موفقیت پایین با محدودیت مواجه می باشد. این مطالعه به منظور بررسی اثر عصاره آبی ریشه کنگر، به عنوان یک منبع آنتی اکسیدانی، بر میزان بلوغ تخمکها در شرایط آزمایشگاهی طراحی شد.  روش تحقیق: در این مطالعه آزمایشگاهی، تخمک های نارس از تخمدان موش های سوری نژاد NMRI (4-6 هفته­ای) جمع آوری شدند. تخمکهای نارس به مدت 24 ساعت در محیط کشتMEM-α  کامل شده با 5% FCS، ml  /IUhCG 5/7، mIUrFSH ١٠٠ کشت داده شدند (گروه کنترل) و غلظت 10 میکروگرم/میلی­لیتر عصاره (گروه 1)، 20 میکروگرم/میلی­لیتر عصاره  (گروه 2) و 40 میکروگرم/میلی­لیتر عصاره (گروه 3) به محیط کشت بلوغ اضافه گردید. با استفاده از میکروسکوپ اینورت مراحل بلوغ آزمایشگاهی و از سر گیری میوز در تمام گروه ها بررسی شد. نتایج و بحث: در گروه آزمایشی 1 که تخمک ها در معرض 10 میکروگرم/میلی­لیتر از ریشه برگ کنگر بودند، میزان بلوغ نسبت به گروه کنترل افزایش معنی داری را نشان دادند. در گروه آزمایشی 2 که تخمک ها در معرض 20 میکروگرم/میلی­لیتر از عصاره بودند، میزان بلوغ نسبت به گروه کنترل افزایش معنی داری را نشان می داد (p<0/05 ). در گروه آزمایشی 3 که تخمک ها در معرض 40 میکروگرم/میلی­لیتر از عصاره ریشه کنگر بودند نیز میزان بلوغ نسبت به گروه کنترل افزایش معنی­داری را نشان داد.
توصیه کاربردی/ صنعتی: نتایج این تحقیق نشان داد که تاثیر عصاره آبی ریشه کنگر، دارای یک اثر مثبت وابسته به دوز در بلوغ تخمک می باشد، بطوریکه با افزایش میزان غلظت عصاره، میزان بلوغ تخمک های نارس نیز افزایش می یابد.

Keywords [فارسی]

  • عصاره ریشه کنگر
  • بلوغ آزمایشگاهی
  • تخمک نارس
  • آنتی اکسیدان

References

Alpinar, K., Kolak, U., Guclu, K., Aras, C., Altun, M., Celi, S.E., Berker, K.I., Bektasoglu, B., Apak, R. 2009. Antioxidant capacities of some food plants wildly grown in Ayvalik of Turkey. Food Sci Technol Res., 15: 59-64.
Apak, R., Demirata, B. 2007. Comparative evaluation of various total antioxidant capacity assays applied to phenolic compounds with the CUPRAC assay. Molecules., 12: 1496-1547.
Aruoma. 2003. Methodological considerations for characterizing potential antioxidant actions of bioactive components in plant foods. Mutat Res 523, 9-20.
Azeez, O.H. 2012. Effect of Gundelia tournefortii on some biochemical parameters in dexamethasone-induced hyperglycemic and hyperlipidemic mice. Iraqi Journal of Veterinary Sciences 26, 73-79.
Banwell, K.M., Russell, D.L., Kind, K.L., Thompson J.G. 2007. Oxygen concentration during mouse oocyte in vitro maturation affects embryo and fetal development. Hum Reprod., 22: 2768-2775.
Choe, C., Kim, E.J., Cho, S.R., Kim, H.J., Choi, S.H., Han, M.H., Han, J., Son, D.S., Kang, D. 2010. Synergistic effects of glutathione and β-mercaptoethanol treatment during n vitro maturation of porcine oocytes on early embryonic development in a culture system supplemented with L-cysteine. J Reprod Dev., 56: 575-58 .
 De Lamirande., Zini, A., Kodam, H., Gagnon, C. 1997. Reactive oxygen species and sperm physiology. Rev Reprod., 2: 48-54.
De Mutos, D.G. 2000. The importance of having high glutathione (GSH) level after bovine in vitro maturation on embryo development. Effect of β-Mercaptoethanol,  cysteine and cystine. Threnology., 53: 761- 771.
Golkar-Narenji, A.,  Samadi, F., Hasani, S., Shahverdi, A.H., Eftekhari-Yazdi, P., Kamalinejad, M. 2010. Effect of Papaver rhoeas extract on in vitro maturation and developmental competence of immature mouse oocytes. Reprod Med Biol., 9: 211-215.
Halliwell, B. 2009. Superoxide dependent formation of hydroxyl radicals in the presence of iron chelates. FEBS Lett 92, 321-326.
Domej, W., Oettl, K. and Renner, W. 2014. Oxidative stress and free radicals in COPD--implications and relevance for treatment. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis.  9:1207-24.
Ratnam DV, Ankola DD, Bhardwa Jw, Sahana DK, Ravikumar MNV. 2006. Role of antioxidants in prophylaxis and theapy:A pharmaceutical perspective. 113(3): 189-207.
Kwon, H.C. 1999. Effect of low oxygen condition on the generation of reactive oxygen species and the development in mouse embryos cultured in vitro. J obstet Gynaecal Res.,  25: 359-366.
Miyamura, M., Hamano, S. 1995. Glutathione concentration during maturation and fertilization in bovine oocytes. Theriogenology., 43: 282.
Nasr-Esfahani, M.H. 1991. The origin of reactive oxygen species in mouse embryos cultured in vitro. Development., 113: 551-560.
Pfeifer, N., Baston-Büst, D.M., Hirchenhain, J., Friebe-Hoffmann, U., Rein, D.T., Krüssel, J.S., Hess, A.P. 2012. Selection of the in vitro culture media influences mRNA expression of Hedgehog genes, Il-6, and important genes regarding reactive oxygen species in single murine preimplantation embryos. 2012:479315. doi: 10.1100/2012/479315
Gardner, D.K., Lane, M.W., Lane, M. 2000. EDTA stimulates cleavage stage bovine embryo development in culture but inhibits blastocyst development and differentiation., 57(3): 256-61.
Nehir, S.E. 2004. Radical scavenging and iron-chelating activities of some greens used as traditional dishes in Mediterranean diet. Int J Food Sci Nutr., 55: 67-74.
Ogasawara, M. & Suzuki, H. 2007. Differential Effects of Antioxidants on the In Vitro Invasion, Growth and Lung Metastasis of Murine Colon Cancer Cells. Biol Pharm Bull., 30: 200-204.
Tavan, S., Azarnia, M., Shahverdi, A.H., Eftekhari-Yazdi, P. 2012a. Effects of Saffron (Crocus sativus L.) Aqueous Extract on In vitro Maturation, Fertilization and Embryo Development of Mouse Oocytes. Cell Journal(Yakhteh.,) 13: 259-264.
Tavana, S., Azarni, M., Shahverdi, A.H., Eftekhari-Yazdi, P. 2012b. Effects of Saffron (Crocus sativus L.) Aqueous Extract on In  vitro Maturation, Fertilization and Embryo Development of Mouse Oocytes. Cell Journal (Yakhteh)., 13: 259-264.
Vermeiden, J.P. 1995. Antioxidants in IVF culture media. Hum Reprod., 10: 696-697.
Wang, W.L., LU, K.H., Polge, C. 1992. The effect of gas phase on the in vitro development of bovine embryos drived from in vitro maturation and fertilization of ovarian oocytes. Theriogenology., 37: 320.
Wang, Z.G., Xu, Z.R. 2007. Effect of supplementation of green tea polyphenols on the developmental competence of bovine oocytes in vitro. Braz J Med Biol Res., 40: 1079-1089.
Wongsrikeao, P., Taniguchi, M. 2006. Effects of hexoses on in vitro oocyte maturation and embryo development in pigs. Theriogenology., 65: 332-343.

Files

Share

How to cite

Statistics